CC BY-NC-SA
Atribución-NoComercial-CompartirIgual
ARTÍCULO DE INVESTIGACIÓN ORIGINAL
MÉTODO RÁPIDO PARA LA DISCRIMINACIÓN DE Thrips palmi Karny
(THYSANOPTERA: THRIPIDAE) POR PCR
Guillermina Ortega Rodríguez1, Dimas Mejía Sánchez1*, Juan Fernando Solís
Aguilar1, Adriana Rosalía Gijón Hernández2, Héctor Enrique Vega Ortíz3,
Nancy Villegas Jiménez4 y Roberto Miguel Johansen Naime5
Maestría en Ciencias en Protección Vegetal. Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad
Autónoma Chapingo. Km. 38.5. Carretera México-Texcoco. Chapingo, Estado de México. México.
C.P. 56230 1.
Centro Nacional de Investigación Disciplinaria en Conservación y Mejoramiento de Ecosistemas
Forestales, INIFAP. Av. Progreso Núm. 5 C.P. 04110. Ciudad de México 2.
Laboratorio de Entomología y Acarología, Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria, Dirección
General de Sanidad Vegetal, Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria-
SADER, Km 37.5 Carretera Federal México Pachuca, Tecámac, México, C.P. 5574, México 3.
Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria (OIRSA). Salina Cruz 29, Roma Sur,
Cuauhtémoc, 06760. Ciudad de México 4.
Instituto de Biología. UNAM 5.
guille_or@yahoo.com.mx;dimasms@gmail.om;jfsolis@hotmail.com 1
gijon.adriana@inifap.gob.mx 2
enrique.vega@senasica.gob.mx 3
nvillegas@oirsa.org 4
naime@ib.unam.mx 5
dimasms@gmail.com2
Carretera Irapuato-Silao km 5 Irapuato, 36500. Guanajuato. México.
Folia Entomológica Mexicana (nueva serie), 2024, 10: 2024 1002.
Recibido: 10/01/2024
Aceptado: 21/06/2024
Publicado en línea: 24 de julio de 2024
Folia Entomológica Mexicana (nueva serie), 2024, 10: 20241002.
e-ISSN: 2448-4776
https://doi.org/10.53749/fem.2024.10.02
1
Artículo de Investigación Original
MÉTODO RÁPIDO PARA LA DISCRIMINACIÓN DE Thrips palmi Karny (THYSANOPTERA:
THRIPIDAE) POR PCR
RAPID METHOD FOR THE DISCRIMINATION OF Thrips palmi Karny (THYSANOPTERA:
THRIPIDAE) BY PCR
Guillermina Ortega Rodríguez1, Dimas Mejía Sánchez1* , Juan Fernando Solís Aguilar1,
Adriana Rosalía Gijón Hernández2, Héctor Enrique Vega Ortíz3, Nancy Villegas Jiménez4 y
Roberto Miguel Johansen Naime5
Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo. Km. 38.5. Carretera
México-Texcoco. Chapingo, Estado de México. México. C.P. 56230 1. Centro Nacional de
Investigación Disciplinaria en Conservación y Mejoramiento de Ecosistemas Forestales, INIFAP. Av.
Progreso Núm. 5 C.P. 04110. Ciudad de México 2. Laboratorio de Entomología y Acarología, Centro
Nacional de Referencia Fitosanitaria, Dirección General de Sanidad Vegetal, Servicio Nacional de
Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria-SADER, Km 37.5 Carretera Federal México Pachuca,
Tecámac, México, C.P. 5574, México 3. Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria
(OIRSA). Salina Cruz 29, Roma Sur, Cuauhtémoc, 06760. Ciudad de México 4. Instituto de Biología.
UNAM 5.
*Autor de correspondencia: dimasms@gmail.com
Recibido: 10/01/2024
Aceptado: 21/06/2024
Editor Asociado: José Antonio Sánchez García
RESUMEN. Para discriminar al trips oriental (Thrips palmi) de otros trips, se presenta un método rápido
mediante el análisis del rDNA ITS2. Para ello se obtuvo el DNA de inmaduros y adultos de T. palmi, T.
tabaci y F. occidentalis, de forma directa, macerando el insecto en agua grado PCR. El DNA fue
empleado para amplificación molecular con iniciadores de la región ITS2. El amplicon de T. palmi
generó el producto reportado de 588 pb en un gel de agarosa al 1.5% y permitió diferenciarla de los otros
trips. El resultado se robusteció con la secuenciación directa del producto, así como RFLPs. Las
secuencias fueron comparadas con otras secuencias disponibles en el GenBank. Asimismo, se realizó un
análisis filogenético formando dos clados con una probabilidad de agrupación del 77% para T. palmi y
T. tabaci. El método propuesto contribuye a la identificación del trips oriental y discriminarlo de otros
trips, ya que se confunden con frecuencia con otras especies de trips como T. tabaci y F. occidentalis,
sobre todo en estados inmaduros, por lo que se complica su identificación usando claves taxonómicas.
La detección rápida de esta plaga polífaga contribuye a reducir el ingreso y dispersión a regiones, países
o áreas libres de esta plaga.
Palabras clave: Trips, identificación molecular, secuenciación.
ABSTRACT. This paper presents a rapid method to discriminate Thrips palmi from other thrips by ITS2
rDNA analysis. For this purpose, DNA was obtained directly from the immature and adult stages of T.
palmi, T. tabaci and F. occidentalis, by macerating the insect in PCR-grade water. This DNA source was
ORTEGA-RODRÍGUEZ ET Al.: MÉTODO RÁPIDO PARA LA DISCRIMINACIÓN DE Thrips
palmi Karny (THYSANOPTERA: THRIPIDAE) POR PCR
2
used for molecular amplification with primers of the ITS2 region. The amplicon of T. palmi generated
the reported product of 588 bp in a 1.5% agarose gel and allowed differentiation from the other thrips.
The result was further supported by direct sequencing of the product as well as RFLPs. The sequences
were compared with other sequences available in GenBank. A phylogenetic analysis was also performed
forming two clades with a 77% clustering probability for T. palmi and T. tabaci. The proposed PCR
method contributes to the identification of oriental thrips and to discriminate it from other thrips, since
they are frequently confused with other trips species such as T. tabaci and F. occidentalis, especially in
immature stages, which complicates their identification using taxonomic keys. Rapid detection of this
polyphagous pest helps to reduce entry and spread to free regions, countries or areas of this pest.
Keywords: Thrips, molecular identification, sequencing.
INTRODUCCIÓN
En México, se encuentra presente el trips de las
flores Frankliniella occidentalis Pergande, el trips
de la cebolla Thrips tabaci Lindeman (Huerta y
Chavarín, 2002) y el trips oriental Thrips palmi
Karny. Este último trips es una plaga polífaga,
sobre todo de solanáceas y cucurbitáceas, con
mucha capacidad de reproducción y reconocida
tolerancia a insecticidas, lo cual provoca que los
cultivos invadidos presenten elevadas
poblaciones y daños severos en un corto tiempo,
además de transmitir el virus del bronceado del
tomate (TSWV) (Elizondo et al., 2003; Priti et al.,
2020; Ghosh et al., 2021).
La identificación morfológica de los trips se
realiza principalmente en adultos, usando claves
taxonómicas adecuadas para la separación de
especies. Sin embargo, no existen las mismas
herramientas para separar especies en estados
inmaduros como huevecillos y larvas. Para
realizar el diagnóstico con ayuda de claves
taxonómicas es necesario observar al microscopio
especímenes adultos montados en preparaciones
permanentes (Villegas, 2005; Herrera-Vásquez y
Barba-Alvarado, 2013). En el diagnóstico de
larvas, los hospederos otorgan información
adicional importante para la identificación
(OEPP/EPPO, 2006).
México, ha establecido acciones oficiales por
medio de la Dirección General de Sanidad
Vegetal, del Servicio Nacional de Sanidad,
Inocuidad y Calidad Agroalimentaria (DGSV-
SENASICA), dependiente de la Secretaría de
Agricultura y Desarrollo Rural (SADER) para
confinar y erradicar a T. palmi (SENASICA-
DGSV, 2016). Considerando la importancia de la
plaga, las relaciones comerciales que se tienen
con otros países en donde se comercializan
productos o subproductos hospedantes de T. palmi
y de la dificultad para identificarla en estados
inmaduros, debido a su similitud con otras
especies de trips amarillos, en el presente trabajo
se presenta un método rápido para discriminar a
T. palmi de otros trips amarillos en estado adulto
e inmaduro, usando amplificación molecular PCR
del ITS2 del DNA ribosomal. Por lo que el
objetivo del presente estudio fue discriminar a T.
palmi de T. tabaci y F. occidentalis, indistinto al
estado biológico en que se presente, incluso
asociado a otros trips.
MATERIALES Y MÉTODOS
Material biológico: Individuos de F. occidentalis,
se colectaron en inflorescencias de aguacate
(Persea americana L. cv. Hass); en Acaxochitlán
municipio de Ocuituco, mientras que T. tabaci se
colectó en cultivo de cebolla (Allium cepa L. var.
cepa) San Juan Ahuhueyo, municipio de Ayala,
ambos en el Estado de Morelos, México. Además,
se utilizaron ejemplares de Thrips palmi
conservados en alcohol al 70 % de la Colección
del Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria
(CNRF) de la DGSV-SENASICA, para usarlos en
la estandarización del protocolo y como testigos
positivos, estos ejemplares se colectaron en el
cultivo de sandía (Citrullus lanatus (Thunb)) en el
estado de Yucatán, México, por parte de técnicos
del CNRF.
Folia Entomológica Mexicana (nueva serie), 2024, 10: 20241002.
e-ISSN: 2448-4776
https://doi.org/10.53749/fem.2024.10.02
3
Método directo de obtención de DNA: El proceso
de obtención de DNA que se aplicó a las
diferentes especies de trips fue el siguiente:
Primero, a un individuo conservado en alcohol al
70 % se le enjuagó con agua destilada por tres
ocasiones, posteriormente al tubo eppendorf (2
mL) con el trips se agregaron 10 µL de agua grado
PCR, se maceró rápidamente y se homogenizó; en
seguida, se conservó a -20 ºC. Este macerado se
empleó para la amplificación molecular.
Adicionalmente, se utilizó el método comercial de
extracción de ADN Plant–DNA-Zol® (Invitrogen,
thermo Fisher Scientific. Waltham,
Massachusetts, Estados Unidos), como método
comparativo, siguiendo las instrucciones del
fabricante.
Secuenciación del rDNA ITS2: La sección ITS 2
del rDNA, que flanquea las regiones 5.8 S y 28 S,
se amplificó con los iniciadores siguientes: 3’-
TGTGAACTGCAGGAACACCATGA-5’ y 3’-
GGTAATCTCACCTGAACTGAGGTC-5’
diseñados por Toda y Komazaki (2002), los
cuales generan un producto de amplificación para
T. palmi de 588 pb. El PCR fue realizado en un
volumen de reacción de 25 µL, conteniendo 0.8
µM de cada iniciador, 1X de Buffer para PCR, 2.5
mM de MgCl2, 2U de Taq Polimerasa (Invitrogen
TM), 200 µM de dNTPs (Invitrogen TM), 10 ng de
DNA y agua grado PCR. Las condiciones de
amplificación fueron a 95 ºC por 9 min de
desnaturalización inicial, seguido por 35 ciclos de
94 ºC por 1 min, 50 ºC por 30 seg, 72 ºC por 1 min
y 72 ºC por 7 min como extensión final, en un
termociclador 2720 (Applied BiosystemsTM.
Corp., CA, USA). Una alícuota del amplicón de 5
µL se analizó por electroforesis en gel de agarosa
(Promega, USA) al 1.5% (w/v) en Buffer TBE. El
gel se tiñó con bromuro de etidium y se visualizó
en un fotodocumentador (DNR minibis-pro). El
producto amplificado se purificó a partir del gel
utilizando el kit Wizard® SV gel and PCR Clean-
Up System (Promega, USA), siguiendo las
instrucciones del fabricante y se secuenció de
forma directa en un Genetic Analyzer 3100
(Applied Biosystem Corp., CA, USA).
Análisis filogenético de las secuencias de trips:
Con las secuencias obtenidas, se realizó el análisis
filogenético mediante alineamiento multiple
usando Clustal W, incluido en el Software
MegAling (Conway Inst., UCD Dublin, Ireland).
Las secuencias obtenidas se depositaron en el
banco de genes (GenBank) del NBCI, USA. Los
agrupamientos se determinaron utilizando el
método NJ (Neighbor-Joining) a partir del rDNA
ITS2. La confiabilidad de los agrupamientos se
aseguró por un análisis bootstrap sobre 1000
réplicas (Tamura et al., 2007). La matriz de
porcentajes de similaridad y divergencias entre las
secuencias obtenidas, se realizó con ayuda del
Software DNAStar (DNAStar, Inc. Madison,
Wis.).
RFLPs: Los productos amplificados fueron
digeridos con las enzimas de restricción Hae III y
Taq I (Roche®). La digestión con las enzimas se
condujo en un volumen final de reacción de 30
µL, el cual contenía una mezcla de 15 µL. del
producto amplificado, 7.5 Unidades de enzima,
1X de Buffer para enzima y agua grado PCR. La
mezcla de reacción se sometió a 37 ºC durante 20
h. El producto de la digestión se separó en un gel
de agarosa al 2% teñido con bromuro de etidio y
se visualizó en un fotodocumentador (DNR
minibis-pro).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Bajo las condiciones experimentales de la
presente investigación se logró implementar un
método directo de obtención de DNA de trips y
con ello realizar una amplificación molecular para
propósitos de detección y discriminación rápida
de los trips T. palmi de T. tabaci y F. occidentalis,
tanto de larvas como de estado adulto (Figura 1)
obteniendo el producto de PCR, tanto por el
método directo, como con el método comercial de
referencia Plant–DNA-Zol.
Figura 1. Producto de PCR en gel de agarosa al
1.5 % proveniente de Thrips palmi. Carril: 1.
Marcador de peso molecular de 1000 pb; 2.
Método comercial Plant-DNA-Zol®; 3. Método
directo; 4. Testigo negativo y 5. Testigo positivo.
ORTEGA-RODRÍGUEZ ET Al.: MÉTODO RÁPIDO PARA LA DISCRIMINACIÓN DE Thrips
palmi Karny (THYSANOPTERA: THRIPIDAE) POR PCR
4
El método propuesto en la presente investigación
coincide con la metodología propuesta por Priti et
al (2021), donde utilizan DNA de manera directa,
también a partir de un individuo adulto de T.
palmi, la diferencia perceptible con el método
descrito en la presente investigación es un paso
adicional de temperatura por 20 min y en ese caso,
compararon la extracción cruda del DNA con el
método CTAB y no perciben diferencias en la
amplificación molecular. Tampoco se percibe si
realizaron amplificaciones a partir de estados
inmaduros. Sin embargo, es relevante
diferenciarlos de otros estados inmaduros de trips,
tanto en campo como para la movilización de
productos y subproductos vegetales. En caso de
que en un producto o subproducto de
movilización se detecte T. palmi, sería demasiado
complicado identificarlo por claves taxonómicas
y mucho menos discriminarlo de otros trips. Por
su parte Powers y Harris (1993) y Powers (2004)
en su revisión de los métodos de diagnóstico,
reportan un método similar de obtención de DNA.
El método directo de obtención de DNA reportado
en el presente trabajo, libera del uso de reactivos
destinados para este fin y un ahorro de tiempo,
aspecto fundamental cuando se considera la
importancia de la plaga para diversos cultivos,
además de su carácter regulado. La detección
oportuna, incluyendo en sus estados inmaduros
contribuye a reducir el ingreso a una región, su
dispersión y establecimiento.
Los iniciadores utilizados están recomendados
para especies de Thripidae. Con estos iniciadores
se observa un fragmento sencillo de la región
ITS2 del rDNA. El tamaño de los fragmentos o
bandas para cada especie son fácilmente
identificables, ya que van de 588 pb para T. palmi
(Fig. 1), 475 pares de bases (pb) para F.
occidentalis (Fig. 2) y de 521 pb para T. tabaci
(Fig. 5). Lo anterior coincide con los resultados
obtenidos por Toda y Komazaki (2002) y los
reportados por la OEPP/EPPO (2006).
Figura 2. Producto de PCR en gel de agarosa al
1.5 %. Carriles: 1. Marcador de peso molecular de
1000 pb; 2 Testigo negativo; 3, 4, 6 y 7. Thrips
palmi; 5. Frankliniella occidentalis y 8. Testigo
positivo.
La detección de T. palmi se pudo realizar con un
individuo y en mezcla con otro trips en proporción
1:1, en este caso, se probó en mezcla con
Gynaikothrips ficorum Marchal (Fig. 3). Este
resultado es de vital importancia para realizar el
diagnóstico en esta especie de interés económico
(Kox et al., 2005; Walsh et al., 2005; Sabahi et al.,
2017).
Figura 3. Producto de PCR en gel de agarosa al
1.5 %. Carriles: 1. Marcador de peso molecular de
1000 pb; 2. T. palmi larva (1 individuo). 3. Thrips
palmi adulto. 4. Thrips palmi adulto (1:1 con
Gynaikothrips ficorum) y 5. Frankliniella
occidentalis adulto (1:1 con Gynaikothrips
ficorum).
Folia Entomológica Mexicana (nueva serie), 2024, 10: 20241002.
e-ISSN: 2448-4776
https://doi.org/10.53749/fem.2024.10.02
5
Los resultados en el producto de PCR para cada
una de las especies T. palmi, T. tabaci, y F.
occidentalis, fueron los mismos sin importar sexo
y/o estado biológico (Fig. 4) (Hettiaratchi et al.,
2000; Priti et al., 2020; Sabahi et al., 2017).
Figura 4. Producto de PCR en gel de agarosa al
1.5 %. Carriles: 1. Marcador de peso molecular de
1000 pb; 2. DNA de Thrips palmi obtenido por
método directo de adultos; 3. DNA de Thrips
palmi obtenido por método rápido de larvas; 4.
Positivo de Thrips palmi DNA por el método
Plant-DNA-Zol®; 5. Positivo de Thrips palmi; 6.
Testigo negativo.
El análisis de la OEPP/EPPO (2006), mencionan
como desventaja el uso de los iniciadores
específicos para la familia Thripidae, propuestos
por Toda y Komazaki (2002), pero que no son
específicos para T. palmi. Sin embargo, en la
presente investigación se evidenció como ventaja,
ya que permite identificar de forma sencilla,
rápida y precisa especies de Thripidae,
diferenciados por el tamaño del fragmento (Inoue
y Sakurai, 2007; Sabahi et al., 2017). Mas aun,
que se puede discriminar a T. palmi de otros trips
que no son de interés económico (Villegas, 2005).
Por la importancia de T. palmi y con el objeto de
limitar su ingreso a una región, área o País, es
fundamental que el diagnóstico sea eficiente,
rápido y accesible económicamente, es decir, con
un par de iniciadores determinar la mayor
cantidad de especies, en este caso de especies de
Thripidae. Las especies T. palmi y T. tabaci tienen
semejanzas en cuanto a características
morfológicas, tanto de larvas como de adultos. Es
difícil discriminar especies de trips en los
primeros estados larvales, sin embargo, mediante
la técnica de PCR es posible diferenciarlas (Toda
y Komazaki, 2002; Kox et al., 2005; Walsh et al.,
2005; Herrera-Vásquez y Barba-Alvarado, 2013),
ya que sus fragmentos difieren en peso con 67 pb
(Fig. 5). Basado en el peso molecular de las
bandas y con el uso de un marcador de peso
molecular de 100 pb, se identificaron con
facilidad las dos especies.
Figura 5. Producto de PCR en gel de agarosa al
1.5 %. Carriles: 1. Marcador de peso molecular de
100 pb; 2. Thrips tabaci; 3. Thrips palmi; 4.
Testigo negativo.
ORTEGA-RODRÍGUEZ ET Al.: MÉTODO RÁPIDO PARA LA DISCRIMINACIÓN DE Thrips
palmi Karny (THYSANOPTERA: THRIPIDAE) POR PCR
6
Toda y Komazaki (2002), sugieren el uso de la
enzima de restricción Rsa I, para discriminar a T.
palmi de otras especies de Thripidae como T.
tabaci. Estas dos especies se pueden separar con
facilidad con el producto de PCR (Figura 5), sin
hacer uso de enzimas de restricción. Algo
importante a considerar es que en México
generalmente las muestras que proceden de la
zona donde se presenta este trips, no se observan
colonias mixtas de T. palmi y T. tabaci, pero si de
T. palmi y Frankliniella spp. Esto último resulta
de relevancia, sobre todo cuando en el comercio
de productos o subproductos agropecuarios se
encuentran estados inmaduros de trips y requiere
identificar principalmente plagas de interés
económico.
AFLPs: La acción de la enzima Taq I sobre el
producto de PCR de T. palmi, mostró una
diferenciación clara entre las dos especies
(Cuadro 1), se digirió en seis fragmentos con uno
en particular de 500 pb, y T. tabaci se digirió en
cinco fragmentos con uno particular de 75 pb (Fig.
6).
La acción de la enzima Hae III sobre el producto
de PCR de T. palmi resultó en cinco fragmentos,
con uno en particular de 200 pb y para T. tabaci
se obtuvieron tres fragmentos (Cuadro 1). Toda y
Komazaki (2002), reportan digestión con la
enzima Taq I para T. palmi.
Figura 6. Producto de la digestión en gel de
agarosa al 2%. Carriles: 1. Marcador de peso
molecular 100 pb; 2. Thrips palmi con enzima Taq
I; 3. Thrips tabaci con enzima Taq I; 4. Thrips
palmi con enzima Hae III; 5. Thrips tabaci con
enzima Hae III.
La técnica RFLP se constituyó como evidencia
adicional para discriminar a T. palmi de T. tabaci,
sin embargo, se consideraría un procedimiento
opcional, ya que con el método de PCR propuesto
en la presente investigación se pueden separar
estas dos especies (Kox et al., 2005; Walsh et al.,
2005). Un diagnóstico rápido en trips de
importancia económica, o bien en el caso de
especies con regulación fitosanitaria, contribuirá
a un eficiente manejo de éstas (Toda y Komazaki,
2002; OEPP/EPPO, 2006; Kox et al., 2005;
Walsh et al., 2005; Herrera-Vásquez y Barba-
Alvarado, 2013). Por lo que el método sugerido
en el presente trabajo se evaluó con muestras
ciego y fue posible identificar a T. palmi y T.
tabaci (Fig. 7).
Figura 7. Producto de PCR en gel de agarosa al
1.5 %. Carriles: 1. Marcador de peso molecular
de1000 pb; 2. Muestra ciega; 3. Positivo de Thrips
palmi; 4. Positivo de Thrips tabaci; 5. Testigo
negativo.
Cuadro 1. Tamaño de fragmentos amplificados por ITS2 y resultado de la digestión de las enzimas TAQ
I y HAE III.
Especie
ITS2 (Frag. pb)
Enzima TAQ I
Enzima HAE III
Thrips Palmi
588
500, 400, 250, 200, 100, 50
500, 400, 200, 150, 60
Thrips tabaci
521
400, 250, 200, 100, 75
400, 150, 60
Folia Entomológica Mexicana (nueva serie), 2024, 10: 20241002.
e-ISSN: 2448-4776
https://doi.org/10.53749/fem.2024.10.02
7
Las secuencias obtenidas de las diferentes
especies de trips, fueron comparadas con las
secuencias disponibles en el banco de genes del
Centro Nacional para la Información
Biotecnológica (NCBI) mediante la alineación de
las secuencias usando Clustal W y MegAling del
programa DNAstar. Los resultados indican una
identidad de 99% con secuencias de T. palmi
(Número de acceso EU35758), 99% de identidad
con T. tabaci (Número de acceso EU35759) y
92% de identidad con F. occidentalis (Número de
acceso EU382088).
Análisis Filogenético: Para la relación
filogenética se utilizó a Gynaikothrips ficorum
(Marchal), como grupo externo, perteneciente a la
familia Phlaeothripidae (Mound, 2007) cuyo
número de acceso en el NBCI es EF468721 (Fig.
8).
El dendrograma indica un origen común entre las
tres especies, donde se observa una relación
genética cercana como puede ser el pertenecer a
la misma tribu Thripini. Además, existe una
probabilidad del 77% de que las secuencias de
nucleótidos provenientes de T. palmi y T. tabaci,
alimentadas al software siempre formen un clado
(Fig. 8).
También se puede apreciar la divergencia y
similitud entre estas tres especies de trips (Cuadro
2). La amplificación molecular, el AFLPs, el
análisis filogenético, así como las muestras ciegas
empleadas dan robustes al método rápido de
identificación y discriminación de T. palmi de
otras especies de trips.
AGRADECIMIENTOS
Los autores agradecen al Centro Nacional de
Referencia Fitosanitaria de la Dirección General
de Sanidad Vegetal del SENASICA, por
proporcionar los ejemplares del trips oriental
Thrips palmi Karny y al Consejo Nacional de
Humanidades, Ciencia y Tecnología
(CONAHCYT) por su financiamiento, a través de
la beca de posgrado del primer autor.
Figura 8. Relación filogenética entre las tres especies de trips.
Cuadro 2. Porcentaje de similitud y de divergencia. “Pair Distances of Untitled Clustal W
(Slow/Accurate, IUB)” generado del software DNAstar.
Porcentaje de similitud
Divergencia
T. palmi
F. occidentalis
T. tabaci
T. palmi
****
39.8
50.7
F. occidentalis
100
****
50.8
T. tabaci
79.2
64.0
****
ORTEGA-RODRÍGUEZ ET Al.: MÉTODO RÁPIDO PARA LA DISCRIMINACIÓN DE Thrips
palmi Karny (THYSANOPTERA: THRIPIDAE) POR PCR
8
LITERATURA CITADA
Elizondo, A., Murguido, C., Pérez, I., Piedra, F.,
Peña, E., Martínez, M., Martell, M., Fernández,
M., Sariol, H., Rodríguez, S., Jiménez, R.,
Granda, G., y Palacios, F. 2003. Thrips palmi
Karny en la agricultura cubana. Fitosanidad, 7(2):
19-24.
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=2091181
62003. Fecha de consulta 7 de junio de 2023.
Ghosh, A., Jangra, S., Dietzgen, R.G., Yeh, W.-B.
2021. Frontiers approaches to the diagnosis of
thrips (Thysanoptera): How effective are the
molecular and electronic detection platforms?
Insects, 12, 920: 1-26.
https://doi.org/10.3390/insects12100920.
Herrera-Vásquez. J.Á. y Barba-Alvarado, A.A.
2013. Identificación de Thrips palmi Karny
(THYSANOPTERA: THRIPIDAE) en cultivos
de cucurbitáceas en Panamá. Agronomía
Mesoamericana. 24(1): 47-55.
https://www.redalyc.org/pdf/437/43726204003.p
df. Fecha de consulta 12 de junio de 2023.
Hettiaratchi, U. P. K., Munasingha, D. H. N.,
Chandrasekharan, N. V., Karunanayake, E. H.,
and Jayasekera, N. 2000. A polymerase chain
reaction based method for the detection of Culex
quinquefasciatus (Diptera: Culicidae). Bulletin of
Entomological Research, 90: 63-
68. https://doi.org/10.1017/S0007485300000092.
Huerta, P. y Chavarín P. 2002. Trips y minadores:
identificación, biología y control. Manejo
Fitosanitario de Ornamentales. Instituto de
Fitosanidad. Colegio de Postgraduados.
Montecillos, México. Avances de Investigación.
Pág. 55-66.
Inoue, T., and Sakurai, T. 2007. The phylogeny of
thrips (Thysanoptera: Thripidae) based on partial
sequences of cytochrome oxidase I, 28S
ribosomal DNA and elongation factor-1α and the
association with vector competence of
tospoviruses. Applied Entomology and Zoology,
42 (1): 71-81.
https://doi.org/10.1303/aez.2007.71.
Kox, L.F.F., Van Den Beld, H.E., Zjilstra, C., and
Vierbergen, G. 2005. Real-time PCR assay for the
identification of Thrips palmi. Bulletin EPPO, 35:
141–148. 2005 https://doi.org/10.1111/j.1365-
2338.2005.00797.x.
Mound, L. 2007. Department of Entomology,
British Museum (Natural History). London
England.
(http://www.inbio.ac.cr/papers/insectoscr/Texto2
41.html). Fecha de consulta 11 de noviembre de
2022
OEPP/EPPO. 2006. Diagnostic Thrips palmi.
European and Mediterranean Plant Protection
Organization. Bulletin, 36: 89-94.
10.1111/epp.12545.
Powers, T.O., and Harris, T.S. 1993. A
polymerase chain reaction method for the
identification of five major Meloidogyne species.
Journal of Nematology., 25:1-6.
Powers, Tom. 2004. Nematode molecular
diagnostics: from bands to barcodes. Annual
Review of Phytopathology, 42: 367-383.
DOI:10.1146/annurev.phyto.42.040803.140348.
Priti, Jangra, S., Baranwal, V.K. et al. A rapid
field-based assay using recombinase polymerase
amplification for identification of Thrips palmi, a
vector of tospoviruses. J Pest Sci 94, 219–229
(2021). https://doi.org/10.1007/s10340-020-
01284-w.
Priti, S.J., Baranwal, V.K., Dietzgen, R.G.,
Ghosh, A. 2020. A rapid field – based assay using
recombinase polymerase amplification for
identification of Thrips palmi, a vector of
tospoviruses. Journal of Pest Science, 94: 219–
229.
https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/s1
0340-020-01284-w.pdf. Fecha de consulta 17 de
noviembre de 2022.
Sabahi S., Fekrat L., Zakiaghl, M. 2017. A simple
and rapid molecular method for simultaneous
identification of four economically important
thrips species. J. Agr. Sci. Tech. 19: 1279-1290.
http://jast.modares.ac.ir/article-23-3056-en.html.
Fecha de consulta 15 de febrero de 2023.
SENASICA-DGSV. 2016. Trips oriental (Thrips
palmi Karny 1925) (Thysanoptera: Thripidae).
Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y
Calidad Agroalimentaria-Dirección General de
Sanidad Vegetal-Centro Nacional de Referencia
Folia Entomológica Mexicana (nueva serie), 2024, 10: 20241002.
e-ISSN: 2448-4776
https://doi.org/10.53749/fem.2024.10.02
9
Fitosanitaria-Grupo Especialista Fitosanitario.
Ficha Técnica. Tecámac, México 17 p.
https://es.scribd.com/document/471416016/trips-
palmi-ficha-tecnica-plaga-de-cuarentena. Fecha
de consulta 16 de noviembre de 2022.
Tamura, K., Dudley, J., Nei, M., and Kumar, S.
2007. MEGA 4: Molecular Evolutionary Genetics
Analysis (MEGA) software version 4.0.
Molecular Biology and Evolution. 24:1596-1599.
http://www.kumarlab.net/publications. Fecha de
consulta 19 de octubre de 2022
Toda, S., and Komazaki, S. 2002. Identification of
trips species (Thysanoptera: Thripidae) on
Japanese fruit trees by polymerase chain reaction
and restriction fragment length polymorphism of
the ribosomal ITS2 regions. Bulletin of
Entomological Research, 92: 359-363. DOI:
10.1079/BER2002177.
Villegas, J.N. 2005. Biología y hábitos de trips
oriental. Campaña contra trips oriental. Centro
Nacional de Referencia Fitosanitaria. DGSV-
Ingenieros Agrónomos Parasitólogos, A.C.
Campeche, México. Memorias del curso de
capacitación para personal oficial SENASICA-
SAGARPA.
Walsh, K., Boonham, N., Barker, I., and Collins,
D.W. 2005. Development of a sequence-specific
real-time PCR to the melon thrips Thrips palmi
(Thysan., Thripidae). Journal of Applied
Entomology, 129(5): 272–279.
https://doi.org/10.1111/j.1439-
0418.2005.00960.x